本文导读
2026-10-16，南京医科大学胡教授课题组以同一份小鼠脾脏样本，对英诺思 anti-mouse CD11c Nanobeads（PM011C）与进口对照试剂盒（S**）做平行分选，两管均采集至 10,000 events 后比较。
分选产物中 CD11c⁺ 纯度为 85.5%，进口对照为 70.1%——高出 15.4 个百分点，相对提升 22%；P1 淋巴细胞群占全部采集事件 40.2% vs 31.2%；目标细胞得率高于进口对照约 20%（课题组反馈，原始计数未提供）。
一、CD11c 与树突状细胞：为什么这类细胞不好分
CD11c 是一种约 150 kDa 的糖蛋白，亦称 αX 整合素、CR4 或 p150。它与 β2 整合素（CD18）共同组成 αXβ2 异源二聚体，通过结合 iC3b、纤维蛋白原与 CD54（ICAM-1）参与细胞间接触，主要表达于树突状细胞、NK 细胞、部分肠道上皮内淋巴细胞（IEL）亚群及某些活化 T 细胞表面。正因为表达谱覆盖了 DC 的绝大多数亚群，CD11c 长期是 DC 分选常用的入口标志。
表型：CD8α⁺CD11b⁻，转录因子 BATF3 / IRF8 依赖
功能：交叉提呈、IL-12 分泌，是抗肿瘤与抗病毒 CD8⁺ T 应答的关键启动者。
表型：CD11b⁺CD8α⁻，转录因子 IRF4 依赖
功能：MHC-II 提呈外源抗原，偏向辅助 Th2 / Th17 应答。
两类经典 DC 都是 CD11c⁺，所以「分 CD11c⁺ 细胞」实际上是在为后续的亚群细分把入口收窄。这件事的难点集中在三处：
- 占比低——小鼠脾脏中 DC 通常只占 1%~3%，起始细胞里目标细胞本就稀少，任何损失都会被放大；
- 形态重叠——DC 与巨噬细胞、单核细胞在 FSC/SSC 上高度重叠，无法靠散射光先把它们分开，只能依赖表面标志；
- 碎片与死细胞多——组织酶解后悬液中碎片比例高，若洗涤不彻底，非靶细胞与碎片会一起进入终产物，直接稀释纯度。
二、这次实测怎么做的：同一份样本、两套磁珠平行分选
本次数据由南京医科大学胡教授课题组于 2026 年 10 月 16 日完成。与常见的「各自跑一批、事后比数字」不同，这组数据的关键在于同一样本分两半：同一份小鼠脾脏单细胞悬液，一半用英诺思 anti-mouse CD11c Nanobeads（PM011C），另一半用课题组原有的进口对照试剂盒（S**），按各自说明书流程分选，随后用同一套抗体与同一台流式仪检测。
这样设计的意义在于消除了主要干扰项——样本间差异。不同小鼠、不同批次酶解、不同放置时间带来的 DC 比例波动，往往比试剂本身的影响还大；只有同一样本平行分选，纯度差才能归因到试剂。
表 1 检测方案
| 项目 | 内容 |
|---|---|
| 样本 | 小鼠脾脏单细胞悬液（同一样本分两半） |
| 分组 | 英诺思 anti-mouse CD11c Nanobeads（PM011C）／进口对照试剂盒（S**） |
| 死活染料 | FVD（APC-Cy7 通道），用于排除死细胞 |
| 表面抗体 | CD45-BB515、CD11c-BV421、CD8-PE-Cy7 |
| 采集条件 | 每管采集至 10,000 events 后停止（两组一致） |
| 对照方式 | 同一样本、同一套抗体、同一台仪器、同一天完成 |
三、实测结果：三项指标对比
表 2 PM011C 与进口对照试剂盒的平行分选结果
| 检测指标 | 进口对照（S**） | 英诺思 PM011C | 差异 |
|---|---|---|---|
| P1 淋巴细胞群（占全部采集事件） | 31.2% | 40.2% | +9.0 个百分点 |
| CD11c⁺ 纯度（不圈 CD45） | 70.1% | 85.5% | +15.4 个百分点（相对 +22%） |
| 目标细胞得率 | 基准 | 高于进口对照约 20% | 课题组反馈，原始计数未提供 |
为了便于核对，下表给出两组流式软件中的原始读数（#Events / %Parent / %Total）：
表 3 两组流式统计原始读数
| 门 | 进口对照（S**，Tube_002） | 英诺思 PM011C（Tube_005） | ||||
|---|---|---|---|---|---|---|
| #Events | %Parent | %Total | #Events | %Parent | %Total | |
| All Events | 10,000 | — | 100.0 | 10,000 | — | 100.0 |
| P1 | 3,118 | 31.2 | 31.2 | 4,022 | 40.2 | 40.2 |
| P2 | 3,060 | 98.1 | 30.6 | 3,796 | 94.4 | 38.0 |
| P3（CD11c⁺FVD⁻） | 2,144 | 70.1 | 21.4 | 3,245 | 85.5 | 32.4 |
四、两组流式图：设门链与原始读数
下图是两组样本在流式软件中的完整工作界面，可以逐幅核对设门位置与统计表读数。
五、结果解读：15.4 个百分点差在哪里
纯度差距的来源，通常不在「抓住了多少 CD11c⁺」，而在「放过去了多少 CD11c⁻」。有柱阳选的分选柱是一个正选装置：目标细胞被磁场截留，非靶细胞随重力流出。终产物的纯度，等于被截留的 CD11c⁺ 与非特异滞留的 CD11c⁻ 之比。同一根柱、同样洗涤三次的条件下，非特异滞留越少，纯度越高。
本轮 15.4 个百分点的差距并非来自死细胞混入：两组都用了 FVD 死活排除，纯度是在活细胞范围内统计的。也就是说，差距确实存在于活细胞中 CD11c⁻ 的比例上。
P1 淋巴细胞群占比高 9.0 个百分点（40.2% vs 31.2%），指向另一个侧面：分选产物中落在完整细胞区的事件更多，落在该区域之外（碎片、聚团、破损细胞）的事件更少。对 DC 这类在脾脏中仅占百分之一二的稀有群来说，碎片占比的差别会直接体现在「看起来干净不干净」和「能不能上机」上。
得率高 20% 的意义往往被低估。DC 分选的下游——单细胞测序、DC–T 共培养、抗原提呈与交叉提呈实验——普遍是「细胞数决定实验能不能做」的场景。纯度从 70% 提到 85%，是把背景降下来；得率高 20%，是把可用的细胞数提上去。同一批小鼠、同样的取材工作量下多拿到两成目的细胞，对一次需要上万细胞的单细胞建库而言，可能就是「要再杀一批小鼠」和「当天就能上机」的差别。
六、PM011C 产品概述与操作要点
anti-mouse CD11c Nanobeads（PM011C）采用 anti-mouse CD11c 抗体直接偶联纳米磁珠：抗体与磁珠之间不经链霉亲和素—生物素桥接，标记一步完成，4 °C 孵育 10 min 即可上柱。在有柱分选的磁场中，CD11c⁺ 细胞被截留在分选柱内，其他细胞随重力流出，从而实现 CD11c⁺ 细胞的分选或去除。
表 4 PM011C 规格与货号
| 货号 | 规格 | 可处理细胞数 |
|---|---|---|
PM011CL | 2 mL | 2×10⁹ cells |
PM011CM | 1 mL | 1×10⁹ cells |
PM011CS | 0.2 mL | 2×10⁸ cells |
表 5 试剂盒组分与配套要求
| 项目 | 内容 |
|---|---|
| 试剂盒组分 | Anti-mouse CD11c Nanobeads（4 °C 保存、避免冷冻；缓冲液为 PBS + 0.1% BSA） |
| 分选缓冲液 | FACS Buffer：1× PBS + 0.02% EDTA + 2% FBS |
| 分选柱载量 | M 柱：标记细胞 <1×10⁷、总细胞 <2×10⁸；L 柱：标记细胞 <1×10⁸、总细胞 <2×10⁹ |
| 磁力架 | M1 / M8（配 M 柱）、L1 / L4（配 L 柱） |
| 其他耗材 | 70 μm 无菌尼龙滤网 |
| 纯度参考 | 说明书标注可达 97%（通常需二次过柱）；说明书内部示例单次分选 88.8% |
操作要点
七、使用注意事项
- 用 FACS Buffer，不要用 PBS——说明书明确提示，FACS Buffer 而非 PBS 操作可提高细胞得率与活率；免疫细胞对渗透压敏感，劣质 Buffer 几分钟内就能让活率掉一半。
- 控制上柱载量——超过分选柱载量会让非靶细胞被一起挤进终产物，纯度骤降。M 柱标记细胞上限 1×10⁷、L 柱 1×10⁸；细胞多时宁可用大一号的柱，也不要硬上。
- 纯度不够时二次过柱——说明书第 11 步给的就是这个方案：更换一根新的分选柱，重复润洗—上样—洗涤—洗脱，可进一步提高纯度。稀有样本尤其值得做这一步。
- 表位占用与后续流式——阳选磁珠粒径约 50 nm，只占据细胞约 20%~30% 的抗原表位，不影响后续流式染色，也不需要选择特殊的抗体克隆号。这是纳米磁珠阳选路线的共有特性（进口同类产品亦然），不作为与进口方案的差异点。
- Fc 受体阻断——髓系细胞 FcγR 表达高，若样本中巨噬细胞、单核细胞比例较高，可在标记前自行增加 anti-mouse CD16/CD32 阻断步骤以降低非特异结合。此项属经验性建议，说明书流程未作强制要求。
- 全程无菌——分选柱、缓冲液与收集管均需无菌；下游若做细胞培养，建议在超净台内完成过柱与洗脱。
八、常见问题
实测的 85.5% 与说明书标注的纯度 97% 是什么关系？
97% 是说明书给出的纯度上限，通常对应二次过柱或 CD11c 高表达样本；本轮为单次过柱、同一份小鼠脾脏样本的平行对照，85.5% 与说明书内部示例的 88.8% 处于同一区间。若下游对纯度要求更高，可按说明书第 11 步更换新分选柱重复过柱一次。
为什么纯度要按「不圈 CD45」统计？
若先圈 CD45⁺ 再计算 CD11c⁺ 比例，分母只剩白细胞，纯度会被系统性抬高；不预圈 CD45、直接在 CD11c vs FVD 散点图上设门，分母是全部活细胞，数值更保守，也更接近分选产物的真实构成。两组使用同一套设门策略，因此可以直接比较。
「得率高 20%」是怎么算出来的？
得率 =（分选后细胞数 × 目的细胞纯度）÷（分选前细胞数 × 目的细胞占比）× 100%。本轮课题组反馈了相对高低，但未提供分选前后的细胞计数原值，因此官网只写「高于进口对照约 20%」，没有换算成具体得率数值。如需引用具体得率，建议以自身样本做一次平行对照并保留完整计数。
分选后的 CD11c⁺ 细胞能直接做流式或单细胞测序吗？
可以。磁珠粒径约 50 nm，只占据细胞约 20%~30% 的抗原表位，不影响后续流式染色、也不需要选择特殊的抗体克隆号；说明书亦注明分选得到的细胞可直接用于流式细胞检测、DNA/RNA 提取及后续细胞功能实验。单细胞测序建议分选后尽快进入下游流程。
PM011C（CD11c）与 PM011B（CD11b）应该怎么选？
CD11b 主要覆盖单核细胞、巨噬细胞、cDC2 与中性粒细胞等髓系群体；CD11c 更特异地指向树突状细胞（cDC1 与 cDC2 均为 CD11c⁺）。目标是 DC 整体时选 PM011C，目标是单核/巨噬或需要 CD11b⁺ 髓系混合群时选 PM011B。两者也可以串联：先用 CD11c 阳选富集 DC，再按 CD8α、CD11b 等表面标志细分 cDC1 与 cDC2。
九、咨询与获取支持
如需 anti-mouse CD11c Nanobeads（PM011C）的说明书、批次 COA、实验方案建议或试用申请，欢迎通过官网「联系我们」或 product@eynoslifescience.com 与我们沟通。若您正在做 DC 亚群研究，我们也可以协助评估起始样本量、分选柱规格与二次过柱的必要性。
附：主要参考文献
- Steinman RM, Cohn ZA. Identification of a novel cell type in peripheral lymphoid organs of mice. I. Morphology, quantitation, tissue distribution. Journal of Experimental Medicine. 1973;137(5):1142-1162.
- Metlay JP, Witmer-Pack MD, Agger R, Crowley MT, Lawless D, Steinman RM. The distinct leukocyte integrins of mouse spleen dendritic cells as identified with new hamster monoclonal antibodies. Journal of Experimental Medicine. 1990;171(5):1753-1771.
- Shortman K, Liu YJ. Mouse and human dendritic cell subtypes. Nature Reviews Immunology. 2002;2(3):151-161.
- Dudziak D, Kamphorst AO, Heidkamp GF, et al. Differential antigen processing by dendritic cell subsets in vivo. Science. 2007;315(5808):107-111.
- Guilliams M, Ginhoux F, Jakubzick C, et al. Dendritic cells, monocytes and macrophages: a unified nomenclature based on ontogeny. Nature Reviews Immunology. 2014;14(8):571-578.